Souring — pourriture acide / fermentaire du figuier

En bref. Le souring n’est pas une maladie monocausale mais une fermentation acétique déclenchée à l’ostiole par un consortium microbien (levures Candida, Saccharomyces + bactéries Acetobacter) transporté par des drosophiles (D. melanogaster, D. suzukii, Zaprionus). Odeur vinaigrée caractéristique, jus écoulant. Frappe surtout les cultivars open-eye. Prévention par cultivars closed-eye + récolte fréquente + filets d’exclusion drosophiles.

Une maladie de complexe microbien, pas un pathogène unique

[ÉTABLI] Le souring ou pourriture acide (anglais : sour rot, fig souring) n’est pas une maladie causée par un seul pathogène mais par un complexe polymicrobien de levures, bactéries acétiques et lactiques, qui colonise les sycones par les ouvertures naturelles ou accidentelles et déclenche une fermentation rapide rendant le fruit non commercialisable.

[ÉTABLI] C’est probablement la maladie post-récolte la plus fréquente du figuier en climat humide ou en année à fortes précipitations estivales — souvent confondue avec les pourritures fongiques (Aspergillus, Mucor) qui peuvent toutefois cohabiter.

Agents responsables — le consortium microbien

[ÉTABLI] Composition documentée par UC IPM et travaux pomologiques (Michailides et Morgan 1989, multiples publications) :

Levures fermentaires

• Saccharomyces cerevisiae Meyen ex E.C. Hansen — fermenteur principal alcoolique.
• Hanseniaspora uvarum (Niehaus) Shehata — levure apiculaire dominante en début de fermentation.
• Kloeckera apiculata (Reess emend. Klöcker) Janke — synonyme de la forme imparfaite de H. uvarum.
• Candida spp. — diverses espèces fermentaires.
• Pichia spp. (notamment P. kluyveri) — production de composés volatils responsables de l’odeur acétique.
• Torulopsis spp. — moins fréquentes.

Bactéries acétiques

• Acetobacter aceti (Pasteur) Beijerinck — conversion éthanol → acide acétique (vinaigre).
• Gluconobacter oxydans (Henneberg) De Ley — oxydation du glucose en acide gluconique.

Bactéries lactiques (rôle plus modeste)

• Lactobacillus spp. — fermentation hétérolactique secondaire.

[ÉTABLI] Mécanisme typique : succession écologique en 3 à 6 jours dans le sycone — d’abord Hanseniaspora et Candida (faible alcool), puis Saccharomyces (alcool élevé), puis Acetobacter (acétification finale → vinaigre).

Vecteurs biotiques essentiels

[ÉTABLI] Le souring ne progresse en pratique qu’en présence de vecteurs insectes qui transportent les microorganismes depuis les fruits abîmés vers les fruits intacts :

• Carpophilus hemipterus (Coleoptera, Nitidulidae) — driedfruit beetle, vecteur principal historique en Californie. Adulte 3–5 mm, brun-noir avec deux taches jaunes sur les élytres.
• Carpophilus mutilatus et autres Nitidulidae.
• Drosophila melanogaster Meigen — drosophile commune.
• Drosophila simulans Sturtevant — souvent confondue avec la précédente.
• Drosophila suzukii Matsumura — drosophile à ailes tachetées invasive (cf. fiche dédiée). Particulièrement dangereuse car elle pond dans les fruits intacts.
• Zaprionus indianus Gupta — mouche africaine du figuier.
• Guêpes et fourmis — vecteurs secondaires opportunistes.

[ÉTABLI] Une étude clé (Ioriatti et al. 2018 sur vigne, transposable au figuier) a démontré que Drosophila suzukii facilite massivement l’infestation par D. melanogaster et les épidémies de sour rot — la suzukii ouvre les fruits intacts, créant la voie d’entrée pour les drosophiles secondaires et le consortium microbien.

Symptômes

[ÉTABLI] Évolution caractéristique en 4–6 jours (UC IPM, Sour Rot of Fig) :

1. Jour 1–2 : pas de symptôme externe ; ouverture d’un point d’entrée (ostiole, fente, piqûre d’insecte) avec début de colonisation interne.
2. Jour 2–3 : rose à brun-rose apparaît à l’ostiole ; léger amollissement.
3. Jour 3–4 : liquide visqueux rosé s’écoule par l’ostiole, formant un dépôt gélatineux à l’œil ou gouttant sur les feuilles inférieures.
4. Jour 4–5 : odeur de vinaigre/fermenté intense, lésions aqueuses, pulpe désintégrée.
5. Jour 5–6 : pulpe écume blanche ou rosée à la surface ; fruit noirci, mou, affaissé, dégoulinant.
6. Jour 6+ : sycone séché et momifié sur l’arbre, ou tombé au sol.

[ÉTABLI] Signes diagnostiques distinctifs :

• Odeur fortement acétique (différenciation avec endosepsis qui est plutôt fade).
• Présence de drosophiles et nitidulidés autour du fruit (différenciation avec pourritures purement fongiques).
• Liquide rose à brun-rose (différenciation avec Aspergillus niger qui produit une poudre noire, ou Mucor gris-blanc).

Diagnostic différentiel

[ÉTABLI]

Maladie	Odeur	Couleur	Insectes	Vitesse
Souring	Vinaigre	Rose-brun	Drosophiles + Carpophilus	4–6 j
Endosepsis	Fade ou rancie	Brun-rose interne	Blastophage uniquement	10–20 j
Aspergillus niger / smut	Moisi	Noir poudreux	Variable	5–10 j
Aspergillus flavus	Moisi	Vert-jaune	Variable	7–14 j
Mucor / Rhizopus	Moisi	Gris-blanc	Aucun préférentiel	2–5 j
Anthracnose	Aucune	Brun lésion sec	Aucun préférentiel	7–14 j

Cultivars et conditions à risque

[ÉTABLI] Facteurs de risque documentés :

• Cultivars à ostiole ouvert (open eye) — porte d’entrée directe : Magnolia, Black Genoa, Brown Turkey American strain, Kadota, Calimyrna.
• Climats à pluies estivales ou rosée nocturne forte.
• Sur-maturité sur arbre (récolte tardive).
• Co-infestation avec D. suzukii ou autres ravageurs créant des fentes.
• Densité de plantation élevée avec mauvaise aération.
• Vergers proches de viticulture en automne — Carpophilus migrant du raisin vers le figuier.

[ÉTABLI] Cultivars résistants par construction (ostiole fermé + peau épaisse) : Celeste, Smith, Black Madeira KK, Hardy Chicago, LSU Tiger, LSU Purple, Champagne, Marseillaise.

Stratégies de prévention et de contrôle

Prophylaxie sanitaire

[ÉTABLI] - Récolte précoce et fréquente (tous les 1–2 jours en pleine maturation) — la mesure n°1 documentée.

• Élimination immédiate des sycones tombés au sol — chaque fruit pourri est un foyer démultiplicateur.
• Ne pas laisser sur l’arbre les sycones manifestement attaqués — couper et détruire (incinération ou compostage profond).

Architecture du verger

[ÉTABLI] - Taille d’aération (éclaircies de couronne) — réduit l’humidité prolongée des feuilles et fruits.

• Densité raisonnable — 4–6 m entre arbres pour aération suffisante.
• Désherbage du sol sous canopée — évite le refuge des Carpophilus.

Lutte contre les vecteurs

[ÉTABLI] - Pièges à drosophiles (Suzukii Trap®, Droskidrink®) — voir fiche drosophila-suzukii-figuier.

• Pièges à Carpophilus avec attractif fermentaire (vinaigre + sucre + levure ou fruit en décomposition contrôlée).
• Filets d’exclusion efficaces si pose précoce.
• Spinosad ou spinétoram — applications ciblées sur drosophiles et nitidulidés (homologation variable selon pays).

Choix variétal

[ÉTABLI] Premier levier durable : cultiver des cultivars à ostiole fermé en climat humide. Élimine la porte d’entrée naturelle et réduit drastiquement l’incidence de souring.

Pas de lutte chimique curative efficace

[ÉTABLI] Aucun fongicide ne contrôle la fermentation engagée — la lutte est entièrement préventive. Les fongicides anti-Botrytis ou anti-Aspergillus utilisés sur d’autres fruits sont inefficaces contre les levures et bactéries acétiques du souring.

Post-récolte

[ÉTABLI] - Refroidissement rapide à 0–3 °C dans l’heure suivant la cueillette — bloque presque totalement la fermentation.

• Maintien de la chaîne du froid jusqu’à consommation.
• Tri visuel rigoureux à la mise en barquette pour éliminer les sycones initiaux.
• Conservation MAP (Modified Atmosphere Packaging) avec faible O₂ — inhibe l’activité des levures.

Voir aussi

• Drosophila suzukii
• Mouche du figuier (Silba, Zaprionus)
• Endosepsis
• Aflatoxines des figues séchées
• Résistance à la pluie

Sources

1. University of California IPM (2024) — Sour Rot of Fig. UC ANR Pest Management Guidelines — Fig. URL : https://ipm.ucanr.edu/agriculture/fig/sour-rot/
2. University of California IPM (2024) — Sour Rot of Fig. UC ANR Home and Landscape. URL : https://ipm.ucanr.edu/home-and-landscape/sour-rot-of-fig/
3. Michailides T. J., Morgan D. P. (1989) — Fungal decay of first-crop and main-crop figs. Plant Disease 73(3) : 245–249. DOI : 10.1094/PD-73-0245
4. Ioriatti C., Guzzon R., Anfora G., Ghidoni F., Mazzoni V., Villegas T. R., Dalton D. T., Walton V. M. (2018) — Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) contributes to the development of sour rot in grape. Journal of Economic Entomology 111(1) : 283–292. DOI : 10.1093/jee/tox292
5. Hall M. E., Loeb G. M., Cadle-Davidson L. (2024) — Revisiting sour rot of grapevine through disease-associated microbiomes: a tripartite co-infection? (Preprint bioRxiv 2024.09.19.613941). DOI : 10.1101/2024.09.19.613941 (microbiome trans-cultural pour le souring)
6. Loeb G. M. (2020) — Sour rot of grapes: a complex multi-pathogen, insect-vectored disease. PennState Extension Pest Management. (transposition au figuier)
7. Pelizza S. A., Bauzá M. P., Saparrat M. C. N., Rosato V. G. (2014) — Fungi associated with rotting cap fruits of figs (Ficus carica L.) from Argentina. Acta Horticulturae 1052 : 263–268. DOI : 10.17660/ActaHortic.2014.1052.36
8. Crisosto C. H., Mitchell F. G. (2002) — Postharvest handling systems: Fig. In: Postharvest Technology of Horticultural Crops (Kader A. A., ed.), University of California Agriculture and Natural Resources Publication 3311 : 405–409. ISBN : 978-1-879906-51-1