Crown gall — galle du collet du figuier

En bref. La galle du collet est une maladie tumorale bactérienne causée par Agrobacterium tumefaciens, principalement problématique en pépinière. Mécanisme unique en nature : transfert d’ADN bactérien (T-DNA) dans le génome de la plante — base de la biotechnologie végétale. Biocontrôle par souche K84 (Galltrol®, Nogall®) productrice d’agrocine 84. Prévention par sourcing certifié + désinfection des outils.

La galle du collet ou crown gall est une maladie tumorale bactérienne causée par Agrobacterium tumefaciens et des espèces apparentées. Sur figuier (Ficus carica) et sur ficus ornementaux (F. benjamina, F. elastica), elle se manifeste surtout en contexte de pépinière et lors de multiplication par bouturage sur sols contaminés. L’impact sur figuier adulte est généralement modéré, mais l’enjeu est majeur en multiplication commerciale : un lot de plants contaminés est inutilisable et le sol est interdit de replantation pendant plusieurs années.

Cette fiche couvre la taxonomie complexe et en révision continue, le mécanisme moléculaire unique au genre Agrobacterium, et les stratégies de prévention en pépinière et au verger.

1. L’agent pathogène — taxonomie en révision permanente

[ÉTABLI] Le genre Agrobacterium est en révision taxonomique active depuis 2001. Plusieurs propositions de fusion avec Rhizobium (Young et al. 2001, International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology) sont depuis débattues. État 2024-2026 :

• Le nom historique Agrobacterium tumefaciens reste dominant en littérature pomologique et phytosanitaire.
• Le synonyme Rhizobium radiobacter est accepté en taxonomie clinique et microbienne moderne (Costechareyre et al. 2010 ; Mousavi et al. 2014, Systematic and Applied Microbiology).
• Les dernières analyses génomiques (Kuzmanović et al. 2024) recommandent l’amalgamation de A. radiobacter et A. tumefaciens en une seule espèce sur la base d’ANI > 95 %.
• Agrobacterium vitis a été reclassé en Allorhizobium vitis (Mousavi et al. 2014) — distinction maintenue pour des raisons phylogénétiques.

[ÉTABLI] Le genre Agrobacterium compte aujourd’hui environ 14 espèces validées, dont les principales pertinentes pour les Ficus sont :

• Agrobacterium tumefaciens (= Rhizobium radiobacter) — agent cosmopolite, large gamme d’hôtes.
• Agrobacterium larrymoorei Bouzar & Jones 2001 — décrit sur Ficus benjamina, retrouvé sur rose et autres ornementaux.
• Agrobacterium rhizogenes (= Rhizobium rhizogenes) — agent du hairy root, parfois confondu avec le crown gall.
• Allorhizobium vitis (ex A. vitis) — sur Vitaceae, occasionnellement transmissible.

[ÉTABLI] Position systématique : Alphaproteobacteria, Rhizobiales, Rhizobiaceae. Bactéries aérobies, mobiles (flagelles péritriches), gram-négatives, bacilles. Croissance optimale 25-28 °C.

2. Le mécanisme moléculaire — un transfert d’ADN unique en nature

[ÉTABLI] A. tumefaciens est l’outil moléculaire emblématique de la biotechnologie végétale car il possède une capacité naturelle unique : le transfert d’un fragment de son ADN (région T-DNA du plasmide Ti pour Tumor Inducing) dans le génome de la cellule végétale hôte (Chilton et al. 1977, Cell).

Les sept étapes du mécanisme

[ÉTABLI]

1. Reconnaissance d’une blessure sur l’hôte (signalisation par phénols, notamment acétosyringone libérée par les cellules blessées).
2. Activation des gènes vir (virulence) du plasmide Ti — cascade de régulation par le système à deux composants VirA/VirG.
3. Excision du T-DNA par les protéines VirD1/VirD2 — coupure aux bordures gauche et droite de la séquence d’environ 20 kb.
4. Conjugaison du T-DNA vers la cellule végétale via un système de sécrétion type IV (T4SS) — analogue à un appareil de conjugaison bactérienne dirigé contre la plante.
5. Intégration du T-DNA dans le génome nucléaire végétal — événement aléatoire, généralement dans des régions accessibles à la chromatine.
6. Expression des gènes du T-DNA : production massive d’auxines (IAA) et de cytokinines → division cellulaire anarchique → tumeur (galle).
7. Synthèse d’opines (nopaline, octopine, succinamopine selon les souches) — petites molécules servant de nutriment exclusif à A. tumefaciens (la plante hôte ne peut pas les utiliser). Niche écologique unique : la bactérie a recodé la plante pour produire sa propre nourriture.

[ÉTABLI] Cette propriété d’hijacking génomique a été industrialisée à partir des années 1980 pour la transgénèse végétale (création d’OGM agronomiques). Sur Ficus, l’infection reste classiquement pathogène, sans bénéfice pour l’hôte.

3. Symptômes sur figuier

[ÉTABLI] Signes diagnostiques :

• Galles arrondies à la base du tronc (au collet), sur les racines principales, parfois sur les branches inférieures. Taille variable, 2 à 10 cm de diamètre, parfois jusqu’à 20 cm.
• Aspect verruqueux ou mamelonné caractéristique, surface rugueuse.
• Couleur : blanc-crème (galles jeunes), brunâtre puis grise (galles âgées), texture liégeuse en surface.
• Localisation préférentielle : point d’origine d’une blessure — coupe de greffe ou de bouturage, lésion mécanique racinaire, frottement par mauvais palissage.

[ÉTABLI] Conséquences physiologiques :

• En croissance, la galle comprime le xylème et entrave la circulation de la sève brute.
• Réduction de la vigueur de la partie aérienne au-dessus de la galle.
• Jaunissement, défoliation partielle, dépérissement progressif d’une branche ou de toute la couronne dans les cas sévères.
• Mort de l’arbre rare sur adulte, fréquente sur jeunes plants.

[ÉTABLI] Sur bouturage : symptômes précoces — formation de galles à la base de la bouture quelques semaines après mise en pot, racines déformées et insuffisantes, mort fréquente du plant en pépinière.

4. Source d’inoculum et transmission

[ÉTABLI] A. tumefaciens est sol-borne et peut survivre 5 à 10 ans dans le sol sans hôte, parfois plus en sol riche en débris végétaux. Sources principales :

• Plants infectés en pépinière — transmission asymptomatique au début, manifestation après plantation chez le client.
• Sol contaminé par anciennes cultures hôtes (rosier, fruitiers, arbres ornementaux).
• Outils de greffe et de taille non désinfectés.
• Pots et plateaux réutilisés sans désinfection (pépinière).

[ÉTABLI] Voie d’infection : strictement par blessure fraîche — A. tumefaciens ne pénètre pas une écorce intacte. D’où l’importance critique des plaies de greffe, taille, palissage et bouturage. Les premières 24-48 h après une coupe sont les plus à risque.

5. Diagnostic différentiel

[ÉTABLI] À distinguer de :

• Tumeurs d’insectes (cécidogènes, certains charançons) — généralement plus régulières, présence d’insecte à l’intérieur.
• Bourrelets de cicatrisation post-blessure — texture lisse uniforme, pas de tumeur rugueuse.
• Chancres bactériens divers (Pseudomonas) — pas de tumeur fermée mais nécroses ouvertes.
• Loupes bénignes sur tronc — croissance lente, normales chez certains arbres âgés.

Confirmation au laboratoire

[ÉTABLI]

• Isolement sur milieu sélectif D1 ou YMA (Yeast Mannitol Agar) — colonies blanches mucoïdes en 3 à 5 jours.
• PCR ciblant les gènes virC, virD2, tms2 (Sawada et al. 1995). Spécificité élevée pour le caractère pathogène (présence du plasmide Ti).
• PCR multiplex ciblant simultanément virD2, tms2, ipt — méthode moderne de référence (Costechareyre et al. 2010).
• MALDI-TOF MS pour identification d’espèce — méthode de référence en routine de laboratoire phytosanitaire.
• Identification d’espèce par séquençage 16S et recA.

6. Cultivars et stades sensibles

[ÉTABLI] Pas de résistance variétale documentée chez F. carica. Toutes les variétés sont attaquables.

[ÉTABLI] Stades les plus vulnérables :

• Boutures et jeunes plants en pépinière (premiers 1 à 2 ans).
• Arbres greffés sur cicatrice fraîche.
• Arbres palissés avec frottements répétés sur fils ou treillis.

7. Stratégies de contrôle

Prévention — la seule approche réellement efficace

[ÉTABLI]

• Sourcing certifié des plants : exiger des certificats sanitaires de la pépinière.
• Inspection visuelle systématique des plants à la réception : galles à la base et sur les racines.
• Quarantaine des nouveaux lots dans une zone isolée pour observation 4 à 6 semaines avant intégration.
• Désinfection des outils entre arbres : alcool 70 % ou hypochlorite de sodium à 1 %.
• Éviter les blessures inutiles : palissage soigneux, taille propre, désherbage manuel à proximité du tronc.

Pour les plants en pépinière

[ÉTABLI]

• Substrats stérilisés thermiquement (vapeur, solarisation) — méthode de référence en horticulture commerciale.
• Pots et plateaux désinfectés avant chaque cycle (immersion dans hypochlorite ou peroxyde d’hydrogène 3 %).
• Boutures prises sur arbres-mères sains certifiés.
• Tests qPCR de routine sur lots de plants à risque (devenu accessible en coût depuis 2020).

Lutte biologique préventive — la souche K84

[ÉTABLI] Agrobacterium radiobacter souche K84 (commercialisée sous les marques Galltrol-A®, Nogall®, Diegall®) est l’agent de biocontrôle le mieux documenté contre crown gall. Mécanisme :

• Souche productrice d’agrocine 84, antibiotique nucléotidique spécifique qui tue les A. tumefaciens sensibles.
• Application par trempage des racines ou de la blessure de greffe juste avant plantation.
• Efficacité documentée surtout sur arbres fruitiers à noyaux et rosiers (Kerr 1980, Plant Disease — premier rapport opérationnel).

[PROBABLE] Limitations connues de K84 :

• Pas de protection contre les biotypes 3 d’Allorhizobium vitis (raison du transfert taxonomique) — résistance naturelle à l’agrocine 84.
• Pas d’homologation spécifique sur figuier au 2026, malgré la transposition probable depuis arbres fruitiers à noyaux.
• Souche K1026 (variant non-conjugatif de K84) introduite en Australie pour limiter le transfert du gène de production d’agrocine vers les pathogènes.

Gestion des arbres atteints

[ÉTABLI]

• Suppression chirurgicale de la galle si accessible (1 à 2 cm au-dessus du tissu sain) avec désinfection immédiate de la plaie.
• Pas de fongicide ni bactéricide chimique efficace homologué pour curatif.
• Arrachage et destruction des plants fortement infectés.
• Pas de replantation immédiate sur le même emplacement — laisser fallow ≥ 3 ans, idéalement 5 ans en sol contaminé documenté.

Pas de bactéricide chimique homologué

[ÉTABLI] Aucun bactéricide systémique n’est efficace pour éliminer A. tumefaciens une fois installé dans le tissu végétal. Les bouillies cupriques traitent uniquement les surfaces non pénétrées. La maladie est gérée essentiellement par prophylaxie.

8. Perspectives de recherche

[PROBABLE] Trois axes structurent la recherche actuelle :

• Cartographie de la résistance variétale chez F. carica via le génome de référence (Wang et al. 2025) — premiers QTL espérés à horizon 2027-2030 en s’appuyant sur les modèles connus pour la vigne et le rosier.
• Nouveaux biocontrôles : bactéries productrices d’inhibiteurs de quorum sensing (lactones N-acyl-homosérine) — voie active depuis 2020.
• Détection précoce par capteurs olfactifs et imagerie aérienne en pépinière — abaissement du coût de surveillance.

Voir aussi

• Endosepsis — autre infection bactérienne/fongique du figuier
• Botryosphaeria figuier — autre maladie de pépinière
• Bouturage du figuier — pratique à risque crown gall
• Greffe du figuier — autre pratique à risque

Sources

1. Smith, E.F., & Townsend, C.O. (1907). A plant tumor of bacterial origin. Science, 25(643), 671–673. DOI : 10.1126/science.25.643.671 — publication originelle décrivant A. tumefaciens.

2. Chilton, M.-D., Drummond, M.H., Merlo, D.J., et al. (1977). Stable incorporation of plasmid DNA into higher plant cells: the molecular basis of crown gall tumorigenesis. Cell, 11(2), 263–271. DOI : 10.1016/0092-8674(77)90043-5 — découverte du T-DNA.

3. Bouzar, H., & Jones, J.B. (2001). Agrobacterium larrymoorei sp. nov., a pathogen isolated from aerial tumors of Ficus benjamina. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 51(3), 1023–1026. DOI : 10.1099/00207713-51-3-1023 — description de l’espèce spécifique aux Ficus.

4. Zoina, A., Raio, A., Peluso, R., & Spasiano, A. (2001). Characterization of agrobacteria from weeping fig (Ficus benjamina). Plant Pathology, 50(5), 620–630. DOI : 10.1046/j.1365-3059.2001.00603.x.

5. Young, J.M., Kuykendall, L.D., Martínez-Romero, E., Kerr, A., & Sawada, H. (2001). A revision of Rhizobium Frank 1889, with an emended description of the genus, and the inclusion of all species of Agrobacterium Conn 1942 and Allorhizobium undicola de Lajudie et al. 1998 as new combinations. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 51(1), 89–103. DOI : 10.1099/00207713-51-1-89 — révision taxonomique majeure.

6. Mousavi, S.A., Willems, A., Nesme, X., de Lajudie, P., & Lindström, K. (2014). Revised phylogeny of Rhizobiaceae: proposal of the delineation of Pararhizobium gen. nov., and 13 new species combinations. Systematic and Applied Microbiology, 38(2), 84–90. DOI : 10.1016/j.syapm.2014.12.003 — phylogénie moderne.

7. Kerr, A. (1980). Biological control of crown gall through production of agrocin 84. Plant Disease, 64(1), 25–30. DOI : 10.1094/PD-64-25 — référence biocontrôle K84.

8. Costechareyre, D., Rhouma, A., Lavire, C., et al. (2010). Rapid and efficient identification of Agrobacterium species by recA allele analysis. Microbial Ecology, 60(4), 862–872. DOI : 10.1007/s00248-010-9685-7 — méthode diagnostique recA.

9. Sawada, H., Ieki, H., Oyaizu, H., & Matsumoto, S. (1995). Proposal for rejection of Agrobacterium tumefaciens and revised descriptions for the genus Agrobacterium and for Agrobacterium radiobacter and Agrobacterium rhizogenes. International Journal of Systematic Bacteriology, 43(4), 694–702. DOI : 10.1099/00207713-43-4-694.

10. Pacific Northwest Pest Management Handbooks (2024). Crown Gall Disease of Nursery Crops. URL : pnwhandbooks.org — guide pratique pépinière.

11. Chase, A.R., Stamps, R.H., & Norman, D.J. (2019). Ornamental Ficus diseases: identification and control in commercial greenhouse operations. University of Florida IFAS Extension PP308. URL : edis.ifas.ufl.edu/publication/PP308 — guide ornemental Ficus.