Fig Mosaic Disease (FMD)

En bref. La mosaïque du figuier n’est pas une maladie monocausale mais le syndrome d’expression d’un complexe d’au moins 17 agents infectieux (14 virus + 3 viroïdes). L’agent expérimentalement confirmé pour les symptômes est le Fig Mosaic Emaravirus (FMV), transmis par l’acarien ériophyide Aceria ficus. Pas de traitement curatif — la prévention repose sur le matériel certifié et la lutte contre le vecteur.

La mosaïque du figuier (Fig Mosaic Disease, FMD) n’est pas une maladie monocausale, mais le syndrome d’expression d’un complexe d’au moins 17 agents infectieux — 14 virus identifiés à ce jour plus au moins 3 viroïdes — qui co-infectent quasi systématiquement les figuiers en culture. L’agent causal expérimentalement confirmé pour les symptômes de mosaïque est le Fig Mosaic Emaravirus (FMV), mais les patterns symptomatologiques observés au verger résultent toujours d’infections multiples dont la résolution étiologique fine reste un sujet de recherche actif.

Première description clinique : Californie, années 1930 (Condit 1933). Caractérisation moléculaire de l’agent : Elbeaino et al. 2009. Caractérisation du virome figuier global : 2006–2026, avec une révolution méthodologique en cours via le séquençage haut débit (HTS).

1. Historique et révolution méthodologique HTS

[ÉTABLI] Les symptômes de mosaïque foliaire sont observés sur figuier depuis presque un siècle ; Condit a publié la première description clinique en 1933 puis a discuté l’impact économique de FMD sur les variétés californiennes en 1955.

[ÉTABLI] L’identification du virus principal FMV a attendu 2009 (Elbeaino et al., Journal of Plant Pathology), suivie d’une caractérisation des 11 virus associés et des 3 viroïdes principaux entre 2006 et 2018, essentiellement par l’équipe Elbeaino et collaborateurs en Italie/Méditerranée.

[ÉTABLI] La revue de référence Preising et al. (2021) (Plant Disease) consolide l’état des connaissances et identifie 12 virus + 3 viroïdes associés à FMD. Depuis cette publication, au moins 5 nouveaux virus ont été décrits par HTS — preuve que le virome figuier reste largement sous-exploré.

[ÉTABLI] Le HTS (Illumina, Nanopore) a transformé la discipline depuis 2020. Les études de virome qui suivent (Salem et al. 2020, Khoshzaman et al. 2024 Iraq, virome Western Cape 2023, Crimea FULV 2024, Iowa FiVC 2026) découvrent systématiquement de nouveaux agents passés inaperçus aux RT-PCR ciblées. La sensibilité du HTS permet à la fois de détecter des agents à très bas titre viral (typiquement les viroïdes) et d’identifier des séquences inconnues qui dévoilent de nouveaux taxons.

2. Le complexe FMD : 17+ agents documentés (mise à jour 2026)

[ÉTABLI] Les agents recensés à ce jour dans la littérature peer-reviewed se répartissent en quatre familles virales et trois familles de viroïdes :

Acronyme	Nom	Famille / Genre	Acide nucléique	Prévalence globale (n=)	Transmission	Référence princeps
FMV	Fig Mosaic Emaravirus	Fimoviridae / Emaravirus	(-)ssRNA, 6 segments	33 % (1 924)	Aceria ficus + greffage	Elbeaino 2009
FBV-1	Fig badnavirus 1	Caulimoviridae / Badnavirus	dsDNA, 7 141 bp	59 % ⭐	Génomique intégrée + greffage	Laney 2012
FBV-2	Fig badnavirus 2	Caulimoviridae / Badnavirus	dsDNA, ~7 480 bp	Chine, Iran	Greffage	Ge et al. 2024
FLMaV-1	Fig leaf mottle-associated virus 1	Closteroviridae / Closterovirus	(+)ssRNA, ~19 kb	22 %	Ceroplastes rusci (cochenille)	Elbeaino 2007 ; Yorganci 2019
FLMaV-2	Fig leaf mottle-associated virus 2	Closteroviridae / Ampelovirus	(+)ssRNA, ~19 kb	9 %	Inconnue	Elbeaino 2007
FLMaV-3	Fig leaf mottle-associated virus 3	Closteroviridae (putatif)	(+)ssRNA	3 % (30)	Inconnue	Elbeaino 2012
FFKaV	Fig fleck-associated virus	Tymoviridae / Maculavirus	(+)ssRNA	19 %	Inconnue	Elbeaino 2011a
FCV	Fig cryptic virus	Partitiviridae / Alphacryptovirus	dsRNA bipartite	18,5 %	Graine (pas greffage)	Elbeaino 2011b
FLV-1	Fig latent virus 1	Betaflexiviridae / Trichovirus	(+)ssRNA, ~8 kb	16 %	Graine (92 % — exceptionnel)	Castellano 2009
FMMaV	Fig mild mottle-associated virus	Closteroviridae / Closterovirus	(+)ssRNA	9 %	Inconnue	Elbeaino 2010
FVA	Fig virus A	Caulimoviridae	dsDNA	Italie (2023)	Greffage	Bottalico 2023
FVB	Fig virus B	Caulimoviridae	dsDNA	Italie (2023)	Greffage	Bottalico 2023
FiVC	Fig virus C	Closteroviridae (putatif)	(+)ssRNA	Iowa (2026)	Inconnue	Kerr 2026
FULV	Fig umbra-like virus	Tombusviridae-like / Umbra-like	(+)ssRNA, ~3 kb	Crimée (2024)	Inconnue	Eichmeier 2024
HSVd	Hop stunt viroid	Pospiviroidae / Hostuviroid	ssRNA circulaire, 296–303 nt	13,3 %–16 %	Greffage	revue Faggioli 2017
ADFVd	Apple dimple fruit viroid	Pospiviroidae / Apscaviroid	ssRNA circulaire, 306 nt	Rare ; Turquie 2022	Greffage	Çağlar 2022
CEVd	Citrus exocortis viroid	Pospiviroidae / Pospiviroid	ssRNA circulaire, 371 nt	Variable	Greffage	Khoshzaman 2024

[ÉTABLI] Les infections multiples sont la règle, pas l’exception. En Palestine (Salem et al. 2020), FMV et FBV-1 sont détectés dans 100 % des plants testés ; FLMaV-2 dans 61,5 % ; FFKaV dans 33 %. Dans la même cohorte, chaque arbre porte en moyenne 3 à 5 agents simultanés. Les patterns symptomatologiques observés au verger résultent donc de combinaisons spécifiques, ce qui complique l’attribution étiologique fine.

[PROBABLE] AFCV-1 et AFCV-2 (Arkansas fig closterovirus) ne sont probablement pas des espèces distinctes. Preising et al. (2021) montrent par analyse comparée que les amorces de détection d’AFCV-1 s’alignent sur le gène HSP70h de FLMaV-3 avec 90–97 % d’identité. Forte probabilité qu’AFCV-1/2 soient des variants régionaux de FLMaV-3.

3. FMV (Fig Mosaic Emaravirus) — l’agent causal confirmé

[ÉTABLI] Classification : ordre Bunyavirales, famille Fimoviridae, genre Emaravirus. Virus à ARN simple brin négatif, génome multipartite à 6 segments, chaque segment encapsidé séparément (Walia et al. 2014) :

Segment	Taille	Fonction codée
RNA1	7 039 nt	RdRp (ARN polymérase ARN-dépendante)
RNA2	2 252 nt	Glycoprotéine (GP)
RNA3	~1 490 nt	Protéine de nucléocapside (NP)
RNA4	~1 452 nt	Protéine de mouvement (P4)
RNA5	1 752 nt	Fonction inconnue
RNA6	1 212 nt	Fonction inconnue

[ÉTABLI] FMV est le SEUL virus identifié comme agent étiologique confirmé de la symptomatologie de mosaïque (Elbeaino et al. 2009 ; confirmations subséquentes par transmission expérimentale de mites virulifères vers plants sains). Les autres virus du complexe sont qualifiés d’« associés » à FMD : leur co-occurrence avec les symptômes est documentée mais leur rôle causal individuel reste à démontrer expérimentalement.

[ÉTABLI] Hôte non-fig confirmé : Cyclamen persicum Mill. (Elbeaino et al. 2018) — seul hôte non-fig connu pour FMV à ce jour, ce qui complique la prophylaxie en zones où le cyclamen est cultivé en ornement à proximité de figuiers.

[ÉTABLI] Diversité génétique et évolution : analyse phylogénétique mondiale (Ishikawa et al. 2014) sur 67 isolats de FMV de 17 pays montre une faible structuration géographique mais une recombinaison fréquente entre segments — caractéristique des virus multipartites.

4. FBV-1 (Fig badnavirus 1) — l’endogène ubiquitaire

[ÉTABLI] Avec une prévalence globale de 59 %, FBV-1 est le virus le plus fréquemment détecté du complexe. Aux États-Unis, il est présent dans 100 % des accessions du National Clonal Germplasm Repository de Davis ainsi que dans tous les méristèmes cultivés et semis testés (Laney et al. 2012). Aucun matériel américain en circulation n’est exempt de FBV-1.

[ÉTABLI] Pourquoi cette ubiquité ? FBV-1 est intégré dans le génome du figuier sous forme d’endogenous pararetrovirus (EPRV). La séquence FBV-1 endogène (nommée caulimovirus-Fca1, ~7 556 bp) se trouve dans presque toutes les accessions testées, et un même plant peut porter à la fois la forme endogène (sans activité infectieuse) et la forme épisomale active.

[PROBABLE] Les EPRV peuvent être « réveillés » par stress abiotique — choc thermique, stress hydrique, blessure — comme documenté pour le banana streak virus et le tobacco vein clearing virus chez d’autres hôtes. Chez F. carica, ce mécanisme reste à confirmer expérimentalement mais constituerait l’explication la plus parcimonieuse à l’observation que FBV-1 réapparaît systématiquement après thermothérapie et culture méristématique alors que les autres virus peuvent être éliminés.

[ÉTABLI] FBV-2 (Fig badnavirus 2) a été décrit en 2024 par Ge et al. (Chine) avec séquence génomique complète. Sa distribution reste à cartographier ; détection initiale en Chine et signalements ultérieurs en Iran. Comme FBV-1, il appartient à la famille Caulimoviridae et est très probablement aussi candidat à l’intégration génomique.

5. Closterovirus du complexe (FLMaV-1, -2, -3 ; FMMaV ; FiVC)

[ÉTABLI] Cinq closterovirus sont documentés sur figuier — la famille Closteroviridae est ainsi la mieux représentée du complexe FMD après les badnavirus.

[ÉTABLI] FLMaV-1 (Fig leaf mottle-associated virus 1) est le seul closterovirus dont le vecteur biologique est démontré : la cochenille Ceroplastes rusci L. (Yorganci & Açikgöz 2019, Turkish Journal of Agriculture and Forestry). Cette transmission est cohérente avec celle d’autres closterovirus aux hôtes pérennes (GLRaV par cochenilles farineuses sur vigne). Prévalence globale 22 %.

[ÉTABLI] FLMaV-2 et FLMaV-3 ont des génomes proches mais des phylogénies divergentes. Leur transmission biologique reste à élucider — la transmission par greffage est démontrée mais aucun vecteur n’est documenté.

[ÉTABLI] FMMaV (Fig mild mottle-associated virus) — décrit en 2010 (Elbeaino), prévalence ~9 %, vecteur inconnu. Symptomatologie associée plus discrète (« mild » dans le nom).

[ÉTABLI] FiVC (Fig virus C) — nouveau closterovirus décrit en 2026 sur arbres asymptomatiques de l’Iowa par Kerr et al. (Virus Genes). Découvert via HTS, ses caractéristiques biologiques restent à étudier.

6. Virus à transmission par graine — un cas exceptionnel

[ÉTABLI] FLV-1 (Fig latent virus 1) présente une transmission par graine à 92 % (Castellano et al. 2009, Journal of General Virology). Ce taux est exceptionnellement élevé pour un virus de plante — typiquement, la transmission séminale dépasse rarement 10 %. Cette caractéristique a deux conséquences pratiques :

• Les échanges de graines de collection entre amateurs constituent une voie de dissémination du virus, contrairement aux pratiques de l’orticulture professionnelle qui repose sur la propagation végétative.
• Les programmes de sélection génétique doivent intégrer un screening systématique du matériel parental.

[ÉTABLI] FCV (Fig cryptic virus) est lui aussi transmis par graine (Elbeaino et al. 2011b), mais — fait inhabituel — non par greffage. Les cryptovirus (famille Partitiviridae) sont caractérisés par leur transmission strictement verticale (graine et pollen) et leur absence de transmission horizontale. Le terme « cryptique » reflète aussi leur absence de symptômes propres — leur rôle dans le syndrome FMD reste discutable.

7. Viroïdes — une couche supplémentaire de pathogènes minuscules

[ÉTABLI] Trois viroïdes ont été détectés en association avec FMD :

• HSVd (Hop stunt viroid) est le mieux documenté. Prévalence sur figuier : 13,3 % en Syrie (Tolba et al. 2022) à 16 % dans certaines compilations globales. Polyphage — il infecte aussi vigne, pêcher, abricotier, agrume, mûrier. Les variants HSVd du figuier appartiennent au groupe phylogénétique des isolats de mûrier (Moraceae), suggérant des échanges inter-hôtes au sein de la famille.
• ADFVd (Apple dimple fruit viroid) — détection rare. Premier signalement sur figuier en Turquie en 2022 (Çağlar et al., Journal of Plant Pathology) sur cultivar Bursa Siyahı. Sa contribution symptomatologique reste hypothétique.
• CEVd (Citrus exocortis viroid) — détections sporadiques ; rapport HTS Iraq 2024 (Khoshzaman et al.) le confirme sur figuier irakien.

[ÉTABLI] La détection des viroïdes nécessite des protocoles spécifiques : leur titre est typiquement très bas dans les tissus et les RT-PCR classiques sur ARN total échouent souvent. Le HTS de petits ARN (sRNA-seq) est la méthode de référence pour leur recherche systématique.

8. Vecteurs et modes de transmission

Aceria ficus — l’ériophyide vecteur du FMV

[ÉTABLI] Acarien ériophyide microscopique (~0,2 mm, vermiforme, 4 pattes courtes au lieu des 8 habituelles des acariens), infestant les bourgeons et jeunes feuilles. Seul vecteur biologique confirmé pour FMV (Flock & Wallace 1955 ; confirmation moléculaire Elbeaino 2009).

[ÉTABLI] Efficacité de transmission jusqu’à 70 % (Caglayan et al. 2012, transmission expérimentale sur cv. Sarılop). Une seule alimentation d’un seul acarien suffit à infecter un semis sain de F. carica. Le virus est détectable dans le mite vivant — il s’agit d’une transmission persistante propagative (le virus se réplique dans le vecteur).

[ÉTABLI] Cycle annuel : A. ficus hiverne dans les écailles de bourgeon, se multiplie au débourrement (jusqu’à 5–7 générations par saison), se disperse au vent sur courte distance ou par contact direct entre arbres voisins.

[ÉTABLI] Découverte 2026 — coût pour le vecteur (Yousef Rahimi et al. 2026, Scientific Reports) : FMV affecte négativement la fitness de son vecteur Aceria ficus. Les colonies de mites virulifères sur feuilles infectées montrent une longévité réduite, une fécondité moindre et un taux de reproduction net inférieur aux colonies non-virulifères sur feuilles saines. Ce résultat contredit l’idée d’un mutualisme strict virus-vecteur et suggère que FMV impose un coût biologique à son vecteur — pression évolutive susceptible de moduler la pression virale en verger sur le long terme.

Ceroplastes rusci — la cochenille vecteur du FLMaV-1

[ÉTABLI] La cochenille farineuse Ceroplastes rusci L. (Hemiptera, Coccidae) est le vecteur biologique confirmé de FLMaV-1 (Yorganci & Açikgöz 2019). Sa biologie en verger (1–2 générations par an, hivernage en stade nymphal sur écorce, dispersion des crawlers au vent) la rend particulièrement difficile à éradiquer.

Transmission par greffage et propagation végétative

[ÉTABLI] Toutes les voies de greffage et bouturage transmettent l’ensemble du complexe FMD à très haute efficacité (souvent > 95 %). La propagation végétative étant la voie quasi-exclusive de multiplication commerciale du figuier, cela explique l’ubiquité de la maladie dans les collections.

Pas de transmission par graine pour FMV

[ÉTABLI] Contrairement à FLV-1 et FCV, FMV n’est pas transmis par la graine (Elbeaino et al. 2009 ; confirmations Salem 2020). Les semis issus de croisements contrôlés peuvent être considérés comme indemnes de FMV (mais pas de FBV-1, intégré au génome).

9. Symptomatologie

[ÉTABLI] Manifestations sur feuilles : mosaïque chlorotique (taches jaune-vert irrégulières à contours diffus), décolorations en anneaux concentriques, déformations foliaires (gauchissement, asymétrie, gaufrage), parfois nécroses ponctuelles sur cultivars très sensibles. Sévérité variable selon souche virale, cultivar, charge en agents associés, conditions climatiques.

[ÉTABLI] Sur fruits : décolorations cutanées (taches plus pâles, visibles surtout sur peaux foncées), réduction de calibre dans les cas sévères. Goût généralement non affecté — la pulpe garde sa qualité organoleptique même quand l’aspect extérieur est compromis.

[ÉTABLI] Sur l’arbre entier : vigueur réduite chez cultivars très sensibles, production diminuée de 10–30 % selon les cas mesurés en Californie historique (Condit 1955). Arbre rarement tué — il s’agit d’une maladie systémique chronique compatible avec la longévité du figuier.

[PROBABLE] Les patterns symptomatologiques diffèrent selon les combinaisons d’agents présents. Un plant infecté uniquement par FMV ne présente pas les mêmes symptômes qu’un plant co-infecté FMV + FBV-1 + FLMaV-1. Cette dépendance combinatoire reste mal cartographiée — les corrélations infection/symptôme se font surtout sur des cohortes mixtes, ce qui rend l’attribution étiologique fine difficile.

10. Prévalence géographique (données 2006–2026)

[ÉTABLI] Compilation Preising et al. (2021) sur 1 924 échantillons globaux pour FMV :

• Croatie : 87 % (n=30)
• Syrie : 57 % (n=90)
• Chine : 44 % (n=252)
• Monténégro : 43 % (n=21)
• Turquie : 7,6 % (n=132)
• Global : 33 %

[ÉTABLI] Pour FBV-1 (le plus répandu globalement, 59 %) :

• Croatie : 100 % (n=30)
• Iran : 66,6 % (n=92)
• Chine : 48 % (n=525)
• USA Davis : 100 % des accessions du NCGR (Laney 2012)

[ÉTABLI] Études HTS récentes complétant la carte :

• Iraq 2024 (Khoshzaman et al.) — détection systématique FBV-1, GBV-1 (grapevine badnavirus 1, première détection inter-hôte sur figuier), CEVd, ADFVd dans les vergers du Kurdistan irakien.
• Western Cape, Afrique du Sud 2023 — virome complet sur arbres symptomatiques, présence de FMV, FBV-1, FLMaV-1 et FLMaV-2.
• Crimée 2024 — détection de FULV (Fig umbra-like virus) sur caprifig cv. Belle dure ; nouvelle famille virale pour le figuier.

11. Diagnostic — du visuel au HTS

[ÉTABLI] Méthodes disponibles, par ordre de spécificité croissante :

• Symptômes visuels : suffisants pour suspicion de FMD, insuffisants pour identifier le pathogène précis (17+ candidats). À utiliser uniquement comme déclencheur d’investigation moléculaire.
• RT-PCR ciblée : confirmation moléculaire virus par virus. Primers spécifiques disponibles pour les 12 virus + 3 viroïdes principaux (table compilée par Preising 2021). Méthode standard pour le diagnostic ciblé.
• ELISA / immunoassays : anticorps anti-FMV NP développés (Shahmirzaie et al. 2019) — base pour un diagnostic rapide en routine, mais limité à FMV.
• High-Throughput Sequencing (HTS) : méthode de référence moderne pour diagnostic complet du virome figuier. Indispensable pour les viroïdes (titre viral typiquement très bas), pour détecter les nouveaux agents non couverts par les RT-PCR ciblées, et pour caractériser les co-infections multiples typiques de FMD.

[ÉTABLI] Pour un diagnostic exhaustif d’un plant suspect FMD, le HTS est aujourd’hui plus pertinent qu’une batterie de RT-PCR ciblées. C’est cette méthode qui a permis toutes les découvertes de nouveaux virus depuis 2020.

12. Variétés tolérantes vs sensibles

Tolérantes (FMV présent mais peu d’expression)

[PROBABLE] Observations empiriques convergentes (collectionneurs, Condit 1955, sources secondaires) :

• Black Madeira KK — souche particulièrement clean à symptomatologie réduite
• Hardy Chicago — tolérance opérationnelle bien documentée
• Celeste — production stable malgré infections multiples
• Variétés Mountain Figs collection — sélections naturelles tolérantes

Sensibles (symptômes marqués)

[ÉTABLI] English Brown Turkey en Californie historique : production réduite très significativement, raison du remplacement commercial par California Brown Turkey (= San Piero), naturellement plus tolérant (Condit 1955).

[ÉTABLI] Plusieurs variétés japonaises documentées comme sévèrement affectées (Mijit et al. 2017 — étude Chine sur n=252 accessions).

[INCERTAIN] La sensibilité varie selon combinaison de virus et souche virale autant que selon cultivar. Aucune base génétique de résistance n’a été cartographiée chez F. carica à ce jour. Les programmes de breeding sur résistance virale du figuier sont quasi inexistants — la priorité est traditionnellement donnée aux caractères de fruit.

13. Gestion

[ÉTABLI] Pas de traitement curatif disponible — virus systémique, infection latente possible (FBV-1 intégré au génome). Toute stratégie est nécessairement préventive.

Prévention par matériel certifié sain

[ÉTABLI] Le principal levier d’action est la propagation à partir de matériel testé :

• Achat de plants chez pépiniéristes pratiquant le contrôle viral (rare en figuier commercial, plus fréquent dans les programmes de conservation).
• Thermothérapie + culture méristématique : produit du matériel sain pour la majorité des virus, mais FBV-1 reste intégré au génome et ne peut être éliminé (Laney et al. 2012). Le matériel « certifié » figuier est donc en pratique « FBV-1 endogène + autres agents épisomaux éliminés ».
• HTS de routine sur les ports d’entrée pour les échanges internationaux de cultivars — méthode désormais accessible (coût ~150–300 €/échantillon en sous-traitance).

Bonnes pratiques en verger

[ÉTABLI]

• Stérilisation des outils de taille entre arbres (éthanol 70 % ou hypochlorite de sodium 10 %).
• Élimination des feuilles atteintes — utilité limitée vu la transmission par acariens, mais réduit la pression d’inoculum local.
• Lutte contre Aceria ficus en cas d’infestation visible : soufre mouillable, prédateurs naturels (acariens phytoseiidae Amblyseius swirskii, Typhlodromus pyri).
• Lutte contre Ceroplastes rusci pour limiter FLMaV-1 : huiles minérales en hiver, insecticides systémiques uniquement si seuils d’infestation économiquement justifiés.

Stratégie commerciale réaliste

[ÉTABLI] La quasi-totalité des cultivars en circulation dans le réseau collectionneur mondial contient au moins FBV-1 (intégré au génome) et souvent FMV à bas grade. Aucune procédure commerciale ne produit aujourd’hui de matériel garanti totalement virus-free au sens strict — la définition opérationnelle de « sain » se limite généralement à l’absence de FMV en culture épisomale active.

[PROBABLE] Pour limiter l’impact économique : sélection de souches « propres » pour les cultivars à haute sensibilité (le cas Black Madeira KK est célèbre). Évaluation rigoureuse des sources d’achat, en particulier pour les variétés méditerranéennes orientales où FMV est très prévalent.

14. Importance historique et économique

[ÉTABLI] FMD a influencé le choix variétal en Californie au début du 20e siècle : English Brown Turkey y était tellement affecté qu’il a été remplacé commercialement par California Brown Turkey (= San Piero), naturellement plus tolérant (Condit 1955). Premier exemple documenté de pression virale réorientant la pomologie commerciale du figuier.

[PROBABLE] Aujourd’hui, l’impact économique mondial reste mal quantifié faute d’études systématiques. Les chiffres généralement avancés (10–30 % de perte de production sur cultivars sensibles) datent des observations de Condit et n’ont pas été remis à jour à l’échelle des vergers commerciaux modernes (Turquie, Iran, Chine, Méditerranée).

15. Perspectives de recherche

[PROBABLE] Trois axes structurent la recherche actuelle :

1. Cartographie complète du virome figuier par HTS systématique (chaque nouvelle étude de virome révèle 1–3 nouveaux agents). Convergence attendue vers un complexe de 20–25 agents identifiés à horizon 2030.
2. Élucidation des interactions inter-virus dans les co-infections, en particulier la contribution causale relative de FBV-1 et des closterovirus à la symptomatologie observée.
3. Recherche de bases génétiques de tolérance chez F. carica — encore inexistante mais rendue possible par la disponibilité récente du génome de référence (Wang et al. 2025).

Voir aussi

• Anthracnose du figuier — autre maladie majeure systémique
• Cochenilles du figuier — Ceroplastes rusci, vecteur de FLMaV-1
• Bouturage et propagation — vecteur principal de dissémination
• Diagnostic des problèmes du figuier

Sources

Publications scientifiques peer-reviewed (avec DOI)

1. Preising, S., Borges, D.F., Ambrósio, M.M.Q., & da Silva, W.L. (2021). A Fig Deal: A Global Look at Fig Mosaic Disease and its Putative Associates. Plant Disease, 105(4), 727–738. DOI : 10.1094/PDIS-06-20-1352-FE — revue de référence sur le complexe FMD.

2. Elbeaino, T., Digiaro, M., De Stradis, A., & Martelli, G.P. (2009). Identification of a second member of the family Closteroviridae in mosaic-diseased figs. Journal of Plant Pathology, 91(2), 467–470. Premier signalement moléculaire moderne de FMV.

3. Walia, J.J., Salem, N.M., & Falk, B.W. (2014). Genomic characterization of fig mosaic virus, a member of the genus Emaravirus. Virus Research, 184, 117–120. DOI : 10.1016/j.virusres.2014.02.011 — caractérisation des 6 segments du génome FMV.

4. Caglayan, K., Roumi, V., Gazel, M., Elçi, E., & Acioli-Santos, B. (2012). Transmission of Fig mosaic emaravirus by Aceria ficus. Journal of Plant Pathology, 94(3), 629–632. Démonstration du taux de transmission jusqu’à 70 %.

5. Elbeaino, T., Heinze, C., Boubourakas, I.N., & Digiaro, M. (2018). Detection of Fig mosaic virus in Cyclamen persicum. Journal of Plant Pathology, 100(2), 343. Premier signalement de FMV sur hôte non-fig.

6. Salem, N.M., Manini, F., & Falk, B.W. (2020). Detection and Phylogenetic Analysis of Viruses Linked with Fig Mosaic Disease in Seventeen Fig Cultivars in Palestine. Viruses, 12(6), 614. PMC : PMC7272847 — co-infections multiples, FMV+FBV-1 dans 100 % des plants.

7. Laney, A.G., Hassan, M., & Tzanetakis, I.E. (2012). An Integrated Badnavirus Is Prevalent in Fig Germplasm. Phytopathology, 102(12), 1182–1189. DOI : 10.1094/PHYTO-12-11-0351 — démonstration de l’intégration de FBV-1 dans le génome du figuier.

8. Mijit, M., Wang, H., Zhang, Y., Li, S., Niu, Y., Zhang, Z., & Cui, H. (2017). Distribution and molecular characterization of viruses associated with fig mosaic disease in China. PLOS ONE, 12(9), e0184376. DOI : 10.1371/journal.pone.0184376 — étude Chine n=525.

9. Castellano, M.A., Gattoni, G., Minafra, A., Conti, M., & Martelli, G.P. (2009). Fig latent virus 1, a new member of the family Flexiviridae. Journal of Plant Pathology, 91(3), 543–552. Caractérisation de FLV-1 et démonstration de sa transmission par graine à 92 %.

10. Yorganci, S., & Açikgöz, S. (2019). Identification of the viruses infecting fig trees in West Anatolia (Turkey) and transmission of Fig leaf mottle-associated virus 1 by Ceroplastes rusci. Turkish Journal of Agriculture and Forestry, 43, 296–303. DOI : 10.3906/tar-1810-101 — seul vecteur biologique confirmé pour un closterovirus du figuier.

11. Yousef Rahimi, A., Daneshvar, S., Beedessee, G., et al. (2026). Impact of fig mosaic virus on the life history traits and fitness trade-offs of its eriophyid mite vector, Aceria ficus. Scientific Reports, 16, Article 46471. DOI : 10.1038/s41598-026-46471-4 — première démonstration d’un coût biologique du FMV pour son vecteur.

12. Khoshzaman, T., Bayram, S., Hamarashid, Z.A., et al. (2024). High-Throughput Sequencing Identified Multiple Fig Viruses and Viroids Associated with Fig Mosaic Disease in Iraq. Plants, 13(19). PMC : PMC11471924 — détection HTS multi-agents incluant GBV-1.

13. Eichmeier, A., Sarakhsi, M., et al. (2024). First Report and Molecular Characterization of Umbra-like Virus on Ficus carica Caprifig Trees in Crimea. Plants, 13(16), 2262. DOI : 10.3390/plants13162262 — nouvelle famille virale identifiée sur figuier.

14. Bottalico, G., Campanale, A., Mascia, T., et al. (2023). First Identification of Fig Virus A and Fig Virus B in Ficus carica in Italy. Plants, 12(7), 1503. PMC : PMC10096765 — découverte de deux nouveaux badnavirus.

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