Greffage du figuier

En bref. Le greffage du figuier est rare en pratique commerciale — le bouturage suffit et préserve mieux les caractères — mais utile pour changer de variété sur un arbre établi, sauver un cultivar rare, ou tester un porte-greffe spécifique. Méthodes : écusson (été), couronne (printemps), fente (fin d’hiver). Compatibilité élevée intra-genre Ficus. Pas de porte-greffe résistant aux nématodes standardisé pour le figuier.

Pourquoi le greffage reste marginal

[ÉTABLI] Chez Ficus carica, le greffage est l’exception, pas la règle. La quasi-totalité du verger mondial est produite par bouturage de bois dormant — méthode simple, peu coûteuse, qui contourne les difficultés classiques du greffage (compatibilité scion-rootstock, calendrier, mastic, ligature) tout en livrant un sujet franc de pied vigoureux (→ bouturage-propagation). Le greffage n’apparaît dans la pratique que quand le bouturage ne peut pas répondre à un problème spécifique.

[ÉTABLI] Trois situations le justifient :

Sur-greffage en place pour changer la variété d’un sujet adulte établi sans replanter (cleft graft ou T-bud sur charpentières, technique standard documentée dans la littérature de vulgarisation pomologique [7]).
Porte-greffe à fonction défensive quand un pathogène du sol (en pratique : Ceratocystis ficicola au Japon, plus exploratoirement les nématodes à galles ailleurs) menace les racines de F. carica.
Conservation rapide d’une variété rare qu’on veut multiplier sans attendre 4–8 semaines d’enracinement, ou qu’on veut rassembler avec d’autres sur un même « arbre-collection ».

[ÉTABLI] Coût épidémiologique du greffage : à la différence du bouturage de pied franc, le greffage favorise la dissémination des virus du complexe FMD (FMV, FLMaV-1/2, FLV, FBV) car il met directement en contact deux flux de sève. Bester et al. (2023), en analysant le virome de 24 figuiers du Western Cape (Afrique du Sud), retrouvent FBV1 dans 100 % des arbres et FMV dans 92 %, et rappellent explicitement que « la propagation commerciale des figuiers par greffage ou par boutures auto-enracinées favorise la propagation des maladies, dont la FMD » [4]. L’hygiène des outils (alcool 70 %, 30 s de contact, entre chaque greffe) est donc impérative et le matériel-mère doit idéalement être issu d’un assainissement viral préalable (cf §5 de bouturage-propagation).

1. Le problème spécifique du latex

[ÉTABLI] Détail biologique propre au figuier qui conditionne tous les protocoles de greffage : la blessure d’un rameau libère un latex riche en cystéine-protéases (ficine) qui, en séchant à l’interface, forme un film hermétique entre cambium-greffon et cambium-porte-greffe et empêche la soudure. La parade : laisser couler le latex 1 à 2 minutes, le tamponner avant insertion du greffon, puis aligner cambiums et ligaturer immédiatement [Condit 1947 — réf. 8 ; pratique pépinière documentée par Hartmann & Kester 2014 — réf. 7].

Ce point distingue le figuier du pommier ou du poirier, où la sève brute ne pose pas ce problème, et explique en partie les taux de réussite plus erratiques observés par les amateurs qui appliquent un protocole générique de greffage de fruitiers à pépins.

2. Méthodes par calendrier

Greffe en fente (mars–avril)

[ÉTABLI] Méthode de renouvellement variétal sur sujet adulte. Période : début de montée de sève, avant débourrement complet.

Porte-greffe : tronc ou charpentière sectionné horizontalement, diamètre 15–40 mm.
Fente longitudinale 3–4 cm centrée au sécateur greffe.
Greffon : récolté en hiver dormant, conservé en sciure humide à 4 °C, longueur 8–10 cm, 2–3 yeux, biseau symétrique fin et lisse.
Insertion : alignement strict des cambiums (un seul côté si diamètre porte-greffe > greffon), ligature ferme au raphia, mastic à greffer sur toutes les plaies.

[INCERTAIN] Taux de réussite typique 50–80 %, variabilité forte selon opérateur, hygiène et qualité du latex écoulé. Cohérent avec la fourchette donnée par Hartmann & Kester 2014 [7].

Écussonnage en T (juin–juillet, ou août–septembre)

[ÉTABLI] Méthode de multiplication économe en greffons (un œil par greffe). Période classique en pousse active. Sur porte-greffes de figuier sauvage produits par semis ou bouturage, le timing tardif (août–septembre) donne de bons résultats dans les essais turcs [6].

Œil dormant prélevé sur rameau de l’année, écusson incluant un fragment d’écorce.
Incision en T sur le porte-greffe, écartement des deux lèvres au manche du greffoir, insertion de l’écusson.
Ligature au raphia ou bande caoutchouc, fenêtre laissée libre sur l’œil.
Démailloter 3–4 semaines après contrôle de la reprise.

Greffe en couronne (printemps)

[ÉTABLI] Variante du sur-greffage sur souche rabattue : 2 à 4 greffons insérés sous l’écorce décollée. Période : printemps avancé, dès que l’écorce se sépare proprement du bois. Utilisé pour reconstituer rapidement une houppe sur un sujet adulte ou pour mettre plusieurs variétés sur un même tronc.

Bourgeonnage tardif (chip-bud, T-bud)

[ÉTABLI] Largement utilisé en sur-greffage industriel par les pépiniéristes nord-américains et japonais. Les protocoles cleft + chip-bud pour rootstock dormant et bark + T-bud pour rootstock en croissance active sont les variantes standards documentées pour le top-working des vergers commerciaux de figuiers [7].

3. Le percement japonais : Reikodai 1 go et la résistance à Ceratocystis ficicola

[ÉTABLI] Le seul cas où un porte-greffe spécialisé homologué a été développé pour F. carica est celui du Japon, motivé par l’expansion du chancre à Ceratocystis ficicola, maladie tellurique létale qui ravage les vergers de ‘Masui Dauphine’ depuis les années 1980. Yakushiji et al. (2012) montrent que Ficus erecta Thunb., figuier sauvage indigène du Japon, présente une résistance complète à C. ficicola alors que tous les cultivars de F. carica testés meurent en moins de 10 semaines après inoculation [1]. Le verrou : F. erecta en porte-greffe direct est incompatible avec F. carica.

[ÉTABLI] La solution est venue d’une hybridation interspécifique suivie de rétrocroisement BC1 : Yakushiji et al. (2019) sélectionnent les BC1 (F. carica × F. erecta) × F. carica combinant la résistance à Ceratocystis (contrôlée par un gène dominant unique) et une compatibilité de greffe suffisante avec les cultivars commerciaux [2]. La sélection ‘Reikodai 1 go’ issue de ce programme est diffusée par NARO comme premier porte-greffe résistant homologué. Kamimori, Isobe & Yakushiji (2022) valident la performance agronomique : ‘Masui Dauphine’ greffée sur ‘Reikodai 1 go’ en pots de 45 L sous inoculation artificielle du sol par C. ficicola montre une survie complète et une production fruitière équivalente au témoin sain [3]. Le génome de F. erecta a été séquencé pour faciliter l’identification du gène de résistance et accélérer la sélection assistée par marqueurs (Shirasawa et al. 2020) [5].

[INCERTAIN] L’export de ‘Reikodai 1 go’ hors Japon reste limité par la réglementation phytosanitaire et l’absence de réseau de multiplication certifiée à l’étranger. Aucun équivalent occidental n’est commercialement disponible à ce jour pour les vergers méditerranéens (où C. ficicola est rapporté en Italie et en France depuis 2020, cf ceratocystis-canker).

4. Autres pistes de porte-greffes inter-spécifiques

[ÉTABLI] Al-Sulaiman et al. (2024) démontrent qu’une Ficus palmata Forssk. (Fegra Fig, indigène d’Arabie) micropropagée est un porte-greffe compatible avec F. carica ‘Brown Turkey’ : greffage en placage, jonction vasculaire complète à 12 semaines, 100 % de survie [9]. Application potentielle pour zones arides où F. palmata est spontané. Les auteurs valident aussi la fidélité génétique des micropropagés (95,9 % de bandes monomorphes RAPD/ISSR/SCoT) [9].

[INCERTAIN] Les pistes résistance aux nématodes à galles (Meloidogyne incognita, M. javanica) via F. pumila, F. sycomorus ou F. racemosa sont mentionnées par des collectionneurs nord-américains et quelques notes d’extension floridiennes, mais aucun protocole standardisé n’est publié peer-reviewed pour production commerciale à grande échelle. À considérer comme un terrain expérimental, pas comme une recommandation pomologique.

5. Risque viral : pourquoi le greffage exige du matériel certifié

[ÉTABLI] Toute greffe transmet tous les virus systémiques présents dans le greffon ou le porte-greffe. Le complexe FMD du figuier — au moins 6 virus reconnus en infection mixte (FMV, FLMaV-1, FLMaV-2, FLV, FBV, FFkaV) [4] — est massivement disséminé par cette voie en plus du vecteur Aceria ficus qui agit en champ. Conséquence pratique :

Pour la multiplication amateur, accepter le risque (la quasi-totalité des cultivars de collection circulant entre passionnés est virosée à degré variable, sans toujours d’impact visible).
Pour le renouvellement variétal d’un verger commercial, exiger un greffon issu d’un matériel-mère assaini par méristème + thermothérapie (cf §5 de bouturage-propagation) avec validation RT-PCR FMV/FLV. La micropropagation reste à ce jour la seule voie connue de production certifiée virus-free.
Hygiène des outils : désinfection à l’alcool 70 % entre chaque greffe (30 s de contact), idéalement deux greffoirs alternés.

6. Tableau récapitulatif

Méthode	Période	Usage	Réussite typique	Spécificité figuier
Fente	mars–avril	sur-greffage charpentière 15–40 mm	50–80 %	faire couler le latex 1–2 min
Écussonnage en T	juin–juillet ou août–septembre	multiplication économe en greffons	50–70 %	porte-greffe figuier sauvage validé [6]
Couronne	printemps	sur-greffage tronc rabattu	50–80 %	écorce décollante obligatoire
Chip-bud / T-bud	actif et dormant	top-working commercial	non chiffré, standard	protocoles US/Japon [7]
Greffe en placage palmata	actif	porte-greffe expérimental zones arides	100 % à 12 sem	matériel micropropagé [9]

7. Perspectives

Diffusion internationale du programme NARO (porte-greffes résistants à Ceratocystis) si la maladie s’installe durablement en Méditerranée occidentale.
Sélection assistée par marqueurs sur le gène de résistance localisé via le génome F. erecta [5].
Porte-greffes pour stress abiotiques (salinité, sécheresse), encore à l’état d’observations dispersées sans validation peer-reviewed publiée pour F. carica.
Greffe d’assainissement : combinaison greffe + thermothérapie en chambre de croissance comme alternative à la micropropagation, explorée par quelques équipes mais sans protocole consolidé à ce jour.

Voir aussi

Bouturage et propagation — méthode dominante de multiplication
Caprification — pour cultivars Smyrna
Chancre à Ceratocystis ficicola — justification du porte-greffe Reikodai
Fig Mosaic Virus (FMV) — risque viral lié au greffage
Types variétaux

Sources

Yakushiji H., Morita T., Jikumaru S., Ikegami H., Azuma A. & Koshita Y. (2012) — Interspecific hybridization of fig (Ficus carica L.) and Ficus erecta Thunb., a source of Ceratocystis canker resistance. Euphytica 183(1) : 39–47. DOI : 10.1007/s10681-011-0459-1
Yakushiji H., Morita T. & Jikumaru S. (2019) — Ceratocystis canker resistance in BC1 populations of interspecific hybridization of fig (Ficus carica) and F. erecta. Scientia Horticulturae 252 : 71–76. DOI : 10.1016/j.scienta.2019.03.039
Kamimori M., Isobe T. & Yakushiji H. (2022) — Evaluation of Ceratocystis Canker Resistance, Vegetative Growth, and Fruit Production of ‘Masui Dauphine’ Fig (Ficus carica) Grafted on ‘Reikodai 1 go’ BC1 of an Interspecific Hybridization of F. carica and F. erecta. The Horticulture Journal 91(3) : 337–344. DOI : 10.2503/hortj.UTD-358
Bester R., van Niekerk C. & Maree H.J. (2023) — Analyses of fig (Ficus carica L.) leaves for virome profiling of mosaic diseased trees from the Western Cape Province (South Africa). Journal of Plant Pathology 105(3) : 1115–1121. DOI : 10.1007/s42161-023-01405-1
Shirasawa K., Yakushiji H., Nishimura R. et al. (2020) — The Ficus erecta genome aids Ceratocystis canker resistance breeding in common fig (F. carica). The Plant Journal 102(6) : 1313–1322. DOI : 10.1111/tpj.14703
Anonyme (2024) — Budding of the Cultivated Fig onto the Seedling and Cutling Rootstocks Produced from the Wild Fig (Ficus carica L.). Applied Fruit Science 66 (article en ligne). DOI : 10.1007/s10341-024-01245-y
Hartmann H.T., Kester D.E., Davies F.T. Jr. & Geneve R.L. (2014) — Plant Propagation: Principles and Practices, 8th edition. Pearson, Upper Saddle River, NJ. ISBN : 978-0-13-501449-3 (chapitres greffage en fente, écussonnage, top-working ; protocoles standard).
Condit I.J. (1947) — The Fig. Chronica Botanica Company, Waltham, MA. (Monographie historique incluant les méthodes de greffage du figuier, pré-DOI ; rééd. consultable archive.org).
Al-Sulaiman M.A. et al. (2024) — Micropropagation and Genetic Fidelity of Fegra Fig (Ficus palmata Forssk.) and Grafting Compatibility of the Regenerated Plants with Ficus carica. Plants 13(9) : 1278. DOI : 10.3390/plants13091278